是蛋白質電泳和蛋白質印跡的組成部分。大多數SDS-PAGE凝膠、電泳緩沖液和印跡緩沖液都用Tris緩沖。
Tris緩沖液在蛋白質電泳中的應用
大多數SDS凝膠使用不連續的Tris緩沖系統。濃縮凝膠具有大孔，因此較大的肽可以輕松遷移通過，通常在pH6.7–6.8下配制。在此pH值下，離子化的氯離子會迅速遷移，從而提高它們后面的pH值并產生一個具有低電導率區域的電壓梯度，這會導致甘氨酸（來自運行緩沖液）電離并遷移到氯離子前沿后面。樣品中的大多數肽由于結合了SDS而帶負電荷，在氯化物和甘氨酸之間遷移，形成窄帶，從而“堆積”。一旦堆棧到達分離凝膠，其處于較高的pH值（通常為pH值8.7-8.8），甘氨酸的電離增加會使其加速并超過肽段。此外，較小孔徑的分離膠開始產生篩分效果，導致肽段按大小分離。
大多數蛋白質印跡實驗方案使用低離子強度的Tris緩沖液進行蛋白質轉移。轉移時間取決于印跡裝置的類型和感興趣的肽大小范圍。
Tris緩沖液在核酸瓊脂糖電泳中的應用
Tris緩沖液廣泛用于DNA瓊脂糖電泳。兩種主要緩沖液是TBE（Tris硼酸鹽/EDTA）和TAE（Tris醋酸鹽/EDTA）。盡管不同形式的DNA的分辨率及其在電泳過程中的遷移率存在一些差異，但這些Tris緩沖液通常可以互換使用。TBE中的硼酸鹽離子會抑制許多酶，因此如果在電泳后不進行某種類型的DNA純化，一些酶介導的下游操作可能不起作用。因此，在大多數DNA實驗室中，TAE緩沖液在日常使用中受到青睞。
制作Tris緩沖液
Tris緩沖液是大多數生物系統的不錯選擇，因為它在25°C時的pKa值約為8.1，使其成為pH7-9范圍內的有效緩沖液。該pH值范圍適用于大多數生物過程。Tris粉末也比更專業的緩沖液（如HEPES）更便宜且更耐用。
有兩種方法可以制備Tris緩沖溶液。一種是制備所需濃度的Tris堿和，然后將一種溶液（通常為Tris-HCl）的等分試樣添加到另一種（通常為Tris堿）溶液中，同時監測pH值直至獲得正確的pH值。在實踐中，很少這樣做。
制作大多數常用Tris緩沖液的常用方法是僅從Tris堿基開始。將適量的Tris粉末溶于水中，用HCl調節pH值，然后將緩沖液配制成所需體積。假設在調節pH值時沒有過沖，該方法不會改變離子強度。但是，在過沖并用NaOH重新調整后，或使用Tris-HCl并用NaOH調整pH值后，離子強度會發生變化。根據Tris緩沖區的預期用途，此類更改可能重要也可能不重要。
制作Tris緩沖液時，在調節pH值時使用與Tris兼容的電極很重要。當與Tris緩沖液一起使用時，單結Ag/AgCl電極會表現出不穩定性，因為銀會逐漸沉淀并堵塞電極。使用雙結或甘汞參比電極可確保在Tris緩沖液中進行準確的pH測量。
